Сельскохозяйственная биология, 2010, № 2, с. 71-76.

УДК [636.92+636.598]:636.08.003:636.087.8

ВОЗДЕЙСТВИЕ ЖИВОЙ И УБИТОЙ КУЛЬТУРЫ Lactobacillus amylovorus НА НЕСПЕЦИФИЧЕСКУЮ РЕЗИСТЕНТНОСТЬ И ПРОДУКТИВНОСТЬ КРОЛИКОВ И ГУСЕЙ

Б.В. ТАРАКАНОВ¹, Т.А. НИКОЛИЧЕВА¹, Л.Л. ПОЛЯКОВА¹, В.В. ГЕРАСИМЕНКО², В.Н. НИКУЛИН²

Оценивали гематологические показатели, показатели неспецифической резистентности (фагоцитарная, бактерицидная и лизоцимная активность), биохимические показатели мочи, результаты патологоанатомических исследований, а также продуктивность растущих кроликов калифорнийской породы и гусей итальянской белой породы при скармливании живого и инактивированного штамма Lactobacillus amylovorus. Показано, что как живой, так и инактивированный препарат лактобациллы стимулирует гуморальное звено иммунитета и способствует повышению продуктивности.

Ключевые слова: кролики, гуси, штамм Lactobacillus amylovorus, инактивация, неспецифическая резистентность, продуктивность.

Микрофлора кишечника оказывает существенное влияние на развитие и функционирование иммунной системы организма. Согласно данным, полученным на модели животных-гнотобионтов с недоразвитыми лимфоидными органами, снижением фагоцитарной активности клеток ретикуло-эндотелиальной системы, концентрации иммуноглобулинов всех классов в сыворотке крови и числа иммуноглобулинсинтезирующих клеток в кишечнике, эти аномалии исчезают при заселении кишечного тракта нормальной микрофлорой (1). Однако роль ее различных представителей в стимуляции иммунного аппарата животных изучена недостаточно. Установлено, что иммуномодулирующее действие проявляют не только живые, но и убитые кишечные бактерии родов Bifidobacterium, Lactobacillus и Enterococcus. Их интрагастральное введение вызывает увеличение содержания иммуноглобулинсинтезирующих клеток в lamina propria тонкой кишки мышей и повышает устойчивости грызунов к экспериментальной сальмонеллезной инфекции (2).
Целью настоящей работы было изучение влияния живой и убитой культуры штамма Lactobacillus amylovorus БТ-24/88 (В-6253) на иммунную систему и продуктивность кроликов и гусей.
Методика. Опыт на кроликах калифорнийской породы проводили в виварии института. По принципу парных аналогов сформировали пять групп 5-месячных животных по 5 гол. в каждой. Живая масса кроликов составляла 2200-2300 г. Животных содержали раздельно в сетчатых клетках. Основной рацион (ОР) состоял из 200 г злакового сена и 200 г комбикорма. в 100 г комбикорма содержалось 0,115 корм. ед., 1,2 МДж обменной энергии, 16,3 г сырого протеина, 4,9 г сырой клетчатки, 0,7 г кальция и 0,5 г фосфора.
Ежедневно в течение 2 мес кролики I контрольной группы получали только ОР; к ОР животным II контрольной группы добавляли 5 мл питательной среды, используемой для выращивания штамма L. amylovorus БТ-24/88; III опытной группы — 1 мл живой культуры с титром 9,5½109 КОЕ/мл и 4 мл питательной среды; IV опытной группы — 1 мл убитой (1 атм., 60 мин) культуры и 4 мл питательной среды; V опытной группы — 5 мл убитой культуры.
Животных взвешивали в начале опыта, в конце 1-го и 2-го мес и учитывали потребление корма. В конце опыта убивали декапитацией по 3 кролика из каждой группы, отбирали пробы крови (при рассечении сосудов шеи) и мочи (непосредственно из мочевого пузыря после вскрытия брюшной полости), проводили патологоанатомическую оценку органов и тканей, устанавливали массу печени, почек, сердца, легких, селезенки, тимуса и надпочечников.
В крови определяли число эритроцитов, лейкоцитов, лейкоцитарную формулу, скорость оседания эритроцитов (СОЭ) — по микрометоду Панченкова, гемоглобин — в гемометре Сали (3, 4), фагоцитоз — по Кост и Стенко (5), бактерицидную активность сыворотки крови — по О.В. Смирновой и Т.А. Кузьминой (6), лизоцимную активности — по П.А. Емельяненко (7). Функцию почек оценивали по физико-химическим показателям мочи, для чего определяли ее цвет, прозрачность и консистенцию — визуально, содержание белка, глюкозы, кетоновых тел, гемоглобина в крови, рН — с помощью полосок Penta PHAH («Brno», Чехия), концентрацию билирубина и уробилина — с использованием полосок Ikto PHAH («Brno», Чехия).
Опыт на гусятах итальянской белой породы выполняли в ОАО птицефабрика «Спутник» (Оренбургская обл.) на двух группах птицы по 300 гол. в каждой. Гусята I контрольной группы в периоды 1-20-е, 21-65-е и 66-180-е сут получали соответственно комбикорм ПК-30, ПК-31 и ПК-32. Птицам II опытной группы в течение 1-го мес жизни в комбикорм добавляли инактивированный пробиотик лактоамиловорин, изготовленный на основе штамма L. amylovorus БТ-24/88, в дозе 7 г/100 кг комбикорма. в течение первых 3 сут жизни гусят инактивированный препарат дополнительно выпаивали с водой (0,7 г/л) при ее неограниченном потреблении. Инактивацию осуществляли кипячением концентрата лактоамиловорина, содержащего 4,26½1010 жизнеспособных клеток в 1 г препарата. Прокипяченный препарат высушивали до постоянной массы при температуре 120 °С, смешивали с кормом и растворяли в питьевой воде непосредственно перед кормлением. В период опыта проводили все плановые ветеринарные и технологические мероприятия.
Пробы крови для биохимических исследований отбирали до утреннего кормления из крыловой вены у пяти особей (три самца и две самки из каждой группы). Бактерицидную активность сыворотки крови определяли по О.В. Смирновой и Т.А. Кузьминой (6), концентрацию лизоцима — по З.В. Ермольевой и И.С. Буяновской, активность b-лизина — ускоренным методом по О.В. Бухарину (8). При оценке качества и химического состава мяса гусей использовали общепринятые методы (9, 10).
Статистическую обработку данных проводили общепринятыми методами по В.С. Асатиани.
Результаты. Скармливание кроликам как живой, так и убитой культуры L. amylovorus БТ-24/88 существенно не влияло на число эритроцитов, скорость их оседания и концентрацию гемоглобина в крови, тогда как численность лейкоцитов достоверно возрастала (P < 0,01-0,001) (табл. 1). В лейкоцитарной формуле доля базофилов, эозинофилов, юных и палочкоядерных псевдоэозинофилов у животных всех групп была одинаковой, а доля лимфоцитов увеличивалась с 54-59 % в контроле до 62-68 % у кроликов, получавших живую и убитую культуру лактобациллы, за счет снижения процентного содержания сегментоядерных псевдоэозинофилов.
Живая и убитая культура L. amylovorus усиливала гуморальное звено иммунитета. При введении в рацион живой культуры возрастала фагоцитарная, бактерицидная и лизоцимная активность сыворотки крови (P < 0,05-0,001) (см. табл. 1). Ранее в опытах Н.Н. Мальцевой с соавт. (2) на мышах было показано, что при пероральном введении животным убитых энтерококков или бифидобактерий происходит увеличение числа иммуноглобулинсинтезирующих клеток в lamina propria тонкой кишки. Применение убитых бифидо-, лактобактерий и энтерококков существенно увеличивало процент выживания мышей после их заражения Salmonelladublin C-96, тогда как использование убитых нагреванием бактероидов положительного влияния не оказывало.

При проникновении микробов в организм их поглощают и переваривают тканевые макрофаги, представляя антигенные пептиды Т- и В-клеткам и инициируя тем самым развитие клеточного и гуморального ответа. При этом макрофаги выделяют цитокины, которые активируют факторы неспецифической резистентности (11). У иммуномодулирующих препаратов микробного происхождения действующим началом служит пептидогликановый компонент бактериальной клетки. Главная мишень его действия — клетки моноцитарно-макрофагального звена. Он усиливает практически все их функции, повышает резистентность к патогенным бактериям, вирусам, грибам, стимулирует процессы репарации и лейкопоэза (12).
На основании вышеизложенного можно заключить, что используемый для приготовления лактоамиловорина штамм L. amylovorus БТ-24/88 обладает выраженными иммуномодулирующими свойствами за счет присутствия в его клеточной стенке пептидогликанов.
Моча у кроликов всех групп имела соломенно-желтый цвет, характерный запах и рН 7,0-9,0. в ней не было примесей крови, гемоглобина, белка, сахара, нитратов и кетоновых тел, но содержалось небольшое количество билирубина. Возможно, это связано с ретенцией желчных пигментов до значений, превышающих их почечный порог (более 2 мг/100 мл).
Использование живой и убитой культуры L. amylovorus оказывало положительное влияние на зоотехнические показатели. При добавлении к рациону кроликов только питательной среды прирост живой массы увеличивался на 16,8 %, при скармливании живой и убитой культуры лактобациллы — соответственно на 41,6 и 34,0 % (P < 0,05). В V опытной группе прирост существенно не отличался от контроля (табл. 2).
Отложение наружного жира у кроликов достоверно не различалось между группами и варьировало в пределах 3,9-5,5 % от массы тушки, ретенция внутреннего жира у особей в III, IV и V группах превосходила контроль соответственно в 1,75; 1,92 и 1,21 раза (см. табл. 2). 
Масса внутренних органов у животных во II и III группах достоверно не отличалась от контроля, тогда как в IV группе масса сердца была меньше, а масса тимуса превышала контроль на 44,3 % (P < 0,01). В V опытной группе сердце и печень имели меньшую массу.

При послеубойном осмотре тушек и внутренних органов кроликов I, II и III групп видимых патологических изменений обнаружено не было.  Лимфоузлы грудной и брюшной полости не увеличены, на разрезе сероватого цвета, без кровоизлияний. Серозные оболочки гладкие и блестящие. Легкие упругие, трахея и бронхи чистые. Отечности, абсцессов и кровоизлияний нет. Сердце не увеличено. Перикард, эпикард и эндокард без инфильтратов и кровоизлияний. Паренхима печени и селезенки вишневого цвета, очагов некроза и абсцессов нет. Желчный пузырь в норме. У двух кроликов из IV группы печень имела более бледный цвет, ее масса превышала значения в контроле. В IV группе у одного животного печень была глинистого цвета с увеличенным желчным пузырем, еще у одного в корковом слое почек наблюдались кровоизлияния. У остальных животных всех опытных групп почки были обычных размеров, без признаков воспаления и кровоизлияний. Серозные оболочки желудка, тонкого и толстого отделов кишечника гладкие и блестящие. Слизистые оболочки серовато-ро-зовые, без геморрагий и очагов воспаления.
Введение в рацион гусят инактивированного штамма L. amylovorus БТ-24/88 не оказывало отрицательного влияния на состояние их здоровья. При этом, как и в ранее проведенных опытах с активным препаратом (13), наблюдалось повышение сохранности гусят. Так, в контрольной группе сохранность птицы в 1-месячном и 6-месячном возрасте составляла соответственно 90 и 86 %, тогда как в опытной группе — 95 и 91 %. Живая масса гусят, получавших инактивированный пробиотик, в 30- и 120-суточном возрасте равнялась 1496±17 и 4382±52 г и превышала контроль на 5,9 и 4,5 % (P < 0,05), но к 6-месячному возрасту это различие уменьшилось до 3,4 % в пользу опытной группы и было статистически незначимым.
Применение инактивированного лактоамиловорина не влияло на динамику бактерицидной активности сыворотки крови, концентрации лизоцима и активности b-лизина. Эти показатели изменялись синхронно в обеих группах (табл. 3). Вместе с тем включение в комбикорм неактивного пробиотика индуцировало неспецифическую резистентность молодняка как в период применения препарата (P < 0,05), так и на протяжении 2-го мес жизни гусят, когда его исключали из рациона, но в дальнейшем эти различия нивелировались (табл. 3). Полученные данные свидетельствуют, что инактивированный штамм L. amylovorus БТ-24/88 стимулирует неспецифическую резистентность птицы, по-видимому, за счет пептидогликанов, освобождающихся при переваривании клеточных стенок лактобациллы.
Повышение иммунного статуса организма положительно влияло на продуктивность птицы. Так, живая масса 6-месячных гусей из опытной группы превышала контроль на 3,36 %, масса съедобных частей потрошенной тушки — на 3,54 % (P < 0,05).

Различия между группами птицы по массе мышц и костей были недостоверными, химический состав мяса также существенно не изменялся.
Полученные в наших эксперимента данные подтверждают установленную ранее другими авторами возможность стимуляции иммунной системы убитыми клетками микроорганизмов (2), которая опосредуется через наличие в клеточной стенке пептидогликанов, обладающих иммуномодулирующим действием (12).
Таким образом, введение в рацион животных и птицы живой или инактивированной культуры штамма Lactobacillus amylovorusБТ-24/88 стимулирует их неспецифическую резистентность, повышает сохранность и продуктивность.

л и т е р а т у р а

1. Ч а х а в а  О.В. Гнотобиология. М., 1963.
2. М а л ь ц е в а  Н.Н.,  Ш к а р у п е т а  М.М.,  П и н е г и н  Б.В. и др. Иммуномодулирующие свойства некоторых микробов — представителей нормальной микрофлоры кишечника. Антибиотики и химиотерапия, 1992, 37(12): 41-43.
3. к а р п у т ь  И.М. гематологический атлас сельскохозяйственных животных. Минск, 1986: 108-111.
4. К о н д р а х и н  И.П.,  К у р и л о в  Н.В.,  М а л а х о в  А.Г. и др. Клиническая и лабораторная диагностика в ветеринарии: Справ. пос. М., 1985: 57-68.
5. Б л и н о в  Н.И. Микрометод определения фагоцитарной активности клеток крови. Тез. докл. Всес. симп. «Фагоцитоз и иммунитет», посвященного 100-летию создания И.И. Мечниковым фагоцитарной теории иммунитета. М., 1983.
6. С м и р н о в а  О.В.,  К у з ь м и н а  Т.А.  Определение бактерицидной активности сыворотки крови методом нефелометрии. Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунол, 1966, 4: 8-11.
7. Е м е л ь я н е н к о  П.А. Сезонная динамика гуморальных факторов естественной резистентности сыворотки крови новорожденных телят. Докл. ВАСХНИЛ, 1977, 10: 32-34.
8. Иммунологические методы исследования в животноводстве /Под ред. Р.П. Маслянко.  Львов, 1987.
9. М а с л и е в а  О.В. Анализ качества кормов и продуктов птицеводства. М., 1970.
10. Б е л ь к о в  Г.И.,  К у р а н о в  Ю.Ф.,  Х р у ц к а я  С.Ф. и др. Оценка мясной продуктивности и качества мяса убойного скота. Оренбург, 1984.
11. П и н е г и н  Б.В. Современные представления о стимуляции антиинфекционного иммунитета с помощью иммуномодулирующих препаратов. БИО, 2005, 1: 2-4; 2: 21-22.
12. Ф е д о р о в  Ю.Н. Иммунокоррекция: применение и механизм действия иммуномодулирующих препаратов. Ветеринария, 2005, 2: 3-6.
13. Т а р а к а н о в  Б.В.,  Г е р а с и м е н к о  В.В.,  Н и к у л и н  В.Н. Обмен веществ и продуктивность гусей при добавлении в рацион пробиотика лактоамиловорина. С.-х. биол., 2004, 4: 52-58.

NONSPECIFIC RESISTANCE AND PRODUCTIVITY IN RABBITS AND GOOSES UNDER THE INFLUENCE OF LIVE AND DEAD CULTURE OF Lactobacillus amylovorus

B.V. Tarakanov¹, T.A. Nikolicheva¹, L.L. Polyakova¹, V.V. Gerasimenko², V.N. Nikulin²

The authors estimated the effect of feeding of live and dead culture of Lactobacillus amylovorus on nonspecific resistance and productivity of growing rabbits and gooses. It was revealed, that both inactivated preparation of lactobacilli and live preparation stimulate humoral immunity and promote to the raise of productivity.

Key words: rabbits, gooses, feeding, Lactobacillus amylovorus, inactivation, unspecified resistance, growth rate.

Оформление электронного оттиска